23. Avaliação do Multifotômetro

Todo instrumento tem seus limites, que podem ser relativos a: exatidão, precisão, sensibilidade, seletividade, faixa de lineridade, estabilidade das leituras ao longo do tempo, robustez às condições ambientais, usabilidade.

É importante avaliar esses limites para saber se um determinado instrumento consegue atender a uma determinada demanda e portanto oferecer dados que possam ajudar a responder perguntas.

Ou seja, as perguntas precisam estar compatíveis com o que o instrumento é capaz de responder.

Outra questão importante é analisar um instrumento como um sistema formado por diferentes componentes. E da mesma forma que a resistência de uma corrente é definida pelo seu elo mais fraco; a performance de um instrumento pode ser muito comprometida por apenas 1 único componente do sistema.

Os dados enviadas pelo Arduino, são as leituras analógicas do conversor ADC, no intervalo de 0-1023 correspondemtes respectivamente ao intervalo de tensão de 0-5V.

Essa tensão lida pela placa Arduino é o sinal de tensão gerado pelo amplificador operacional e é proporcional à intensidade de luz incidente sobre o LED sensor (I).

No entanto as leituras de absorbância são calculadas pela fórmula:

Absorbância = Log10(I0/I)

Onde:

A fotocorrente produzida pelo LED, e convertida em tensão (V) pelo circuito das figuras 223 e 224, é proporcional à intensidade de luz incidente. Portanto a fórmula de absorbância pode ser calculada pelas leituras de tensão:

Absorbância = Log10(V0/V)

Onde:

A fórmula poderia ainda ser otimizada para compensar a corrente de escuro (Dark Current) que é medida desligando o LED emissor e registrando a tensão gerada na ausência de luz (VD).

Absorbância = Log10 ( (V0 - VD) / (V - VD )

Onde:

Por isso implementamos um botão para executar os comandos necessários para armazenar as leituras correspondentes ao branco, para uso posterior no cálculo da absorbância das amostras. E mais um método na classe controllerStateInstrument chamado setBlank, para definir o valor médio da leitura do branco dentro da variável controller_attributes.

23.1. Medidas com Sulfato de Cobre

O modo de operação em fotocorrente apresentou estabilidade do sinal e amplitude de leitura adequada. Por isso foi o modo de operação esolhido ara avaliar a sensibilidade e a faixa de linearidade.

Para estes testes foi escolhido o sulfato de cobre (CuSO4.5H2, PM=249,69g) e o LED vermelho.

Como mostra a figura 289 a solução de sulfato de cobre II apresenta absorção máxima no comprimento de onda de 810nm, região do vermelho.

Figura 289. Espectro de absorção no UV-Vis das soluções de CuSO4 em diferentes concentrações. (Fonte: Utilização da lei de Lambert-Beer para determinação da concentração de soluções

Espectro de absorção no UV-Vis das soluções de CuSO4 em diferentes concentrações. (Fonte: Utilização da lei de Lambert-Beer para determinação da concentração de soluções

Para avaliar a sensibilidade e a faixa de linearidade preparei uma curva de calibração de sulfato de cobre (CuSO4.5H2, PM=249,69g) fazendo diluições sucessivas a partir de uma solução estoque a ~100.020 mg/L, pesando 50,01g de CuSO4.5H2O com uma minibalança digital de 2 casas decimais (Figura 290) e diluições sucessivas conforme o procedimento descrito na tabela 22:

Figura 290. Pesagem de 50,01g de CuSO4.5H2O com minibalança digital de 2 casas decimais

Pesagem de 50,01g de CuSO4.5H2O com minibalança digital de 2 casas decimais

Tabela 22. Tabela de diluições sucessivas para o preparo de uma curva de calibração de CuSO4 a partir de uma solução estoque preparada pela dissolução de 50,01g de CuSO4.5H2O em 500mL de água filtrada e sem cloro.

SoluçãoVolume alíquota (mL)Concentração alíquota (mg/L)Volume final (mL)Concentração final (mg/L)[CuSO4]Concentração final (g/L)
12510002050500100,20050,01
2255001050250050,10025,00
3252500550125020,05012,50
425125025062510,0256,25
52562515031250,0123,12
62531255015620,0061,56
725156250781,40,0030,78

Como a solução de sulfato de cobre apresenta um máximo de absorbância em 810nm, região do vermelho, avaliamos a sensibilidade e faixa de linearidade para o LED infravermelho (detector) com as 8 soluções obtidas conforme a tabela 23.

Tabela 23. Leituras de fotocorrente gerada pela incidência de luz sobre o LED infravermelho como fotodector, com diferentes soluções de CuSO4.5H2O (A fotocorrente (A) gerada é convertida em tensão (V) pelo circuito das figuras 223 e 224.

Concentração CuSO4.5H2O (mg/L)I (Volts)Absorbância (Log10(I0/I))
04,360
781,414,010,036
1568,813,840,055
3125,653,560,088
6251,252,810,191
12502,51,970,345
250051,130,586
500100,560,891
1000200,421,016

Gráficos de Absorbãncia X Concentração com os dados da tabela 23.

Figura 291. Gráficos Abs. X Conc. com 8, 7, 6 pontos de calibração, respectivamente.

Gráficos Abs. X Conc. com 8, 7, 6 pontos de calibração, respectivamente.

Figura 292. Imagem ilustrativa das soluções de CuSO4.5H2O usadas, com os respectivos resultados no gráfico. E duas imagens ilustrativas da absorção da luz vermelha para soluções com diferentes concentrações de CuSO4.5H2O.

Imagem ilustrativa das soluções de CuSO4.5H2O usadas, com os respectivos resultados no gráfico. E duas imagens ilustrativas da absorção da luz vermelha para soluções com diferentes concentrações de CuSO4.5H2O.

23.2. Medidas com Betalaínas do Extrato de Beterraba

A beterraba é uma raiz tuberosa de cor vermelho-arroxeada devido à presença de betalaínas. As betalaínas são produtos naturais provenientes do metabolismo secundário, e pertencente ao grupo dos compostos nitrogenados alcalóides. São corantes hidrossolúveis divididos em duas classes: as betacianinas (cor avermelhada) e as betaxantina (cor amarelada), caracterizando a coloração típica das raízes. Estes pigmentos, além de fornecerem cor à beterraba, são importantes substâncias antioxidantes para a dieta humana. (Fonte: Armazenamento refrigerado de beterraba minimamente processada em diferentes tipos de corte)

Procedimento para o preparo do extrato de beterraba:

Foram aquecidos à ebulição 500 mL de água e adicionados 101,16 g de beterraba cortada em pedaços de ~1 cm. O aquecimento foi interrompido logo após a adição da beterraba e o recipiente ficou resfriando em repouso por ~ 2h. Em seguida a solução foi filtrada em filtro de papel e o filtrado ficou em geladeira durante uma noite conforme a figura 293.

Figura 293. Etapas do procedimento de preparação do extrato de beterraba.

Etapas do procedimento de preparação do extrato de beterraba.

A partir do extrato bruto (100%) foram feitas diluições obtendo-se concentrações de 80%, 60%, 40% e 20% como mostra a figura 294.

Figura 294. Soluções contendo 80%, 60%, 40% e 20% do extrato bruto de beterraba (100%)

Soluções contendo 80%, 60%, 40% e 20% do extrato bruto de beterraba (100%)

Essas soluções foram analisadas com os LEDs UV, Azul, Verde e Vermelho, como mostra a figura 295.

Figura 295. Fotos das leituras do extrato bruto concentrado (100%) com os LEDs UV, Azul, Verde e Vermelho.

Fotos das leituras do extrato bruto concentrado (100%) com os LEDs UV, Azul, Verde e Vermelho.

Mas estavam muito concentradas e foram feitas diluições sucessivas a partir da solução com 20% obtendo-se concentrações de: 20%, 10%, 5%, 2,5% e 1,25% como mostra a figura 296.

Figura 296. Soluções contendo 20%, 10%, 5%, 2,5%, 1,25% e 0 do extrato bruto de beterraba (100%)

Soluções contendo 20%, 10%, 5%, 2,5%, 1,25% e 0 do extrato bruto de beterraba (100%)

Essas soluções foram então analisadas com os LEDs UV, Azul, Verde e Vermelho, como mostra a figura 297.

Figura 297. Fotos da cubeta com o extrato bruto a (5%) exposta aos LEDs: UV, Azul, Verde e Vermelho.

Fotos da cubeta com o extrato bruto a (5%) exposta aos LEDs: UV, Azul, Verde e Vermelho.

Tabela 24. Leituras de absorbância das soluções da figura 296 com os diferentes LEDs.

Concentração do Extrato Bruto de Beterraba (%)Leitura no UV (ADC)Absorbância (UV)Leitura no Azul (ADC)Absorbância (Azul)Leitura no Verde (ADC)Absorbância (Verde)Leitura no Vermelho (ADC)Absorbância (Vermelho)
07960370046906210
1,257000,052940,103520,126040,01
2,56080,122300,212640,255940,02
54690,231500,391590,475830,03
102860,44850,64840,745600,04
201310,78620,77630,874850,11

Pode-se verificar pela figura 298 as absorbâncias relativas na faixa de 0-20% para os diferentes LEDs.

Figura 298. Gráfico de absorbância X concentração do extrato de beterraba com os LEDs UV, Azul, Verde e Vermelho.

Gráfico de absorbância X concentração do extrato de beterraba com os LEDs UV, Azul, Verde e Vermelho.

E pela figura 299 podemos verificar a maior absorbância na região do LED verde.

Figura 299. Absorbância do extrato de beterraba a 5% com os LEDs UV, Azul, Verde e Vermelho.

Absorbância do extrato de beterraba a 5% com os LEDs UV, Azul, Verde e Vermelho.

23.3. Medidas com Clorofila do Extrato de Espinafre

A clorofila é o pigmento mais importante no processo de fotossíntese, o processo pelo qual a energia da luz é convertida em energia química por plantas verdes e algas.

A clorofila ocorre em várias formas distintas, e as clorofilas a e b são os principais tipos encontrados nos cloroplastos de plantas verdes. Uma molécula de clorofila contém um íon Mg+2 coordenado aos nitrogênios de 4 anéis de porfirina.

A clorofila a atua como um centro de reação, capturando a energia da luz e convertendo-a em energia elétrica e química. Enquanto que a clorofila b constitui 25% do conteúdo total da clorofila e, semelhante aos pigmentos carotenóide e xantofila, atua como um pigmento acessório que amplia o espectro da luz absorvida durante a fotossíntese, transferindo sua energia para o centro da clorofila a. Durante a senescência, as folhas de uma planta verde começam a se decompor, as clorofilas são convertidas em feofitina, que muda a cor das folhas verdes para um cinza oliva. (Fonte: The Characterization of an Easy-to-Operate Inexpensive Student-Built Fluorimeter)

Para as medidas com clorofila foi preparado um extrato bruto etanólico de espinafre (Spinacia oleracea), a partir de ~44 g de folhas de espinafre picadas que foram colocadas em 250mL de etanol a 64°C (aquecido em banho maria) e o aquecimento foi interrompido. Após ~1h de resfriamento em infusão, com temperatura final de ~48°, a mistura foi filtrada em papel de filtro e estocada em geladeira durante uma noite. (Figura 300)

Figura 300. Algumas etapas do procedimento de preparação do extrato de espinafre.

Algumas etapas do procedimento de preparação do extrato de espinafre.

A partir do extrato bruto (100%) foi feita uma diluição inicial a 20% diluindo 16 mL do extrato bruto com etanol até o volume final de 80 mL. E a partir daí diluições sucessivas de 1:2 obtendo concentrações de: 20%, 10%, 5%, 2,5%, 1,25% e 0% como mostra a figura 301)

Figura 301. Soluções contendo 20%, 10%, 5%, 2,5%, 1,25% e 0 do extrato bruto de espinafre (100%).

Soluções contendo 20%, 10%, 5%, 2,5%, 1,25% e 0 do extrato bruto de espinafre (100%).

Essas soluções foram então analisadas com os LEDs UV, Azul, Verde e Vermelho, gerando os dados da tabela 25.

Tabela 25. Leituras de absorbância das soluções da figura 301 com os diferentes LEDs.

Concentração do Extrato Bruto de Espinafre (%)Leitura no UV (ADC)Absorbância (UV)Leitura no Azul (ADC)Absorbância (Azul)Leitura no Verde (ADC)Absorbância (Verde)Leitura no Vermelho (ADC)Absorbância (Vermelho)
0712,60369077308260
1,254610,192810,127540,017390,05
2,52780,411930,287220,037000,07
51320,731070,546670,066190,12
10840,93670,745560,144710,24
20810,94610,783610,333080,43

O gráfico da figura 302 mostra as absorbâncias do extrato de beterraba diluído na faixa de 0-20% para os diferentes LEDs.

Figura 302. Gráfico de absorbância X concentração do extrato de espinafre com os LEDs UV, Azul, Verde e Vermelho.

Gráfico de absorbância X concentração do extrato de espinafre com os LEDs UV, Azul, Verde e Vermelho.

E pela figura 303 podemos verificar a maior absorbância na região do LED UV e Azul.

Figura 303. Absorbância do extrato de espinafre a 5% com os LEDs UV, Azul, Verde e Vermelho.

Absorbância do extrato de espinafre a 5% com os LEDs UV, Azul, Verde e Vermelho.

23.4. Fluorescência

Para conhecer alguns fundamentos teóricos da Fluorescência visite a seção Sensor Óptico para Oxigênio Dissolvido (OD).

Conforme mensagem do fórum Fontes de erro em medidas de Fluorescência, a luz de excitação pode sofrer 4 processos:(Fonte Common Errors in Fluorescence Spectroscopy)

  1. transmissão direta sem interação com a amostra

  2. espalhamento Rayleigh (também chamado Mie ou espalhamento geométrico dependendo do comprimento de onda de excitação e do tamanho das partículas responsáveis pelo espalhamento. Muito importante nas medidas de Turbidez)

  3. espalhamento Raman, que pode ser do tipo Stokes (em maior comprimento de onda) ou anti-Stokes (em menor comprimento de onda)

  4. emissão de Fluorescência

https://www.edinst.com/blog/raman-scattering-blog/ Mas além desses processos a luz que chega no detector pode também ser originada do fenômeno de "difração de segunda ordem" nos monocromadores (de excitação e emissão). Como mostra a figura: https://www.edinst.com/wp-content/uploads/2018/11/Figure-1-1-1024x775.png Uma explicação mais detalhada está disponível no link: https://www.edinst.com/blog/second-order-diffraction/ Fiquei pensando até que ponto essas fontes de erros podem ser um problema quando se usam LEDs como fontes de excitação e como detectores. Os LEDs costumam apresentar uma banda de emissão praticamente "monocromática". E por isso vamos minimizar os problemas de "luz espúria" (stray light), pois não vamos precisar de filtros de emissão, e consequentemente evitamos o fenômeno de "difração de segunda ordem". E quando usado como detectores apresentam uma boa "seletividade espectral" e portanto também não vamos precisar de filtros para selecionar a luz de emissão, e consequentemente também evitamos o fenômeno da "difração de segunda ordem". A figura http://www.c2o.pro.br/hackaguas/ar01s21.html#LEDs_emissao_e_sensibilidade_00 mostra como fazer o "casamento" dos LEDs para uso como fonte e detector. Fazendo essas considerações, imagino que o "espalhamento Raman" pode ser um efeito interferente significativo. E nesse caso podemos usar as leituras do branco (solvente puro) para subtrair das leituras da amostra e tentar minimizar a interferência do efeito Raman. In practice, one sometimes finds that the linear dependence on concentration predicted by the Beer-Lambert law does not hold. In the early days of commercial spectrophotometers, these deviations were sometimes due to instrument artifacts such as fluorescence or parasitic light (i.e., light at an unwanted wavelength) reaching the detector. Both of these scenarios would result in an artificially low apparent absorbance. For example, if the actual optical density of a solution is 2, then only 1% of the light at that wavelength is reaching the detector. If there is even a fraction of a percent of parasitic light (light at a different wavelength) in the original beam, which is not absorbed, then this spurious light can make a significant contribution to the total light reaching the detector and the apparent optical density will be reduced. This effect makes it problematic to accurately measure optical densities higher than 2 or 2.5, depending on the instrument design. Modern instruments are usually properly designed to minimize such problems - at least we hope they are! If one absolutely must measure the optical density of a strongly absorbing solution, and for some reason cannot dilute the sample, then one can always utilize a cuvette with a short pathlength - these types of cuvettes are shown in Chapter 3 - which will reduce the optical density to a manageable range. Na prática, às vezes descobre-se que a dependência linear da concentração prevista pela lei de Beer-Lambert não é válida. Nos primeiros dias dos espectrofotômetros comerciais, esses desvios às vezes eram devidos a artefatos do instrumento, como fluorescência ou luz parasita (ou seja, luz em um comprimento de onda indesejado) atingindo o detector. Ambos os cenários resultariam em uma absorbância aparente artificialmente baixa. Por exemplo, se a densidade óptica real de uma solução é 2, então apenas 1% da luz naquele comprimento de onda está alcançando o detector. Se houver mesmo uma fração de um por cento de luz parasita (luz em um comprimento de onda diferente) no feixe original, que não é absorvido, então essa luz espúria pode fazer uma contribuição significativa para a luz total que atinge o detector e a densidade óptica aparente será reduzido. Este efeito torna problemático medir com precisão densidades ópticas superiores a 2 ou 2,5, dependendo do design do instrumento. Os instrumentos modernos são normalmente projetados de maneira adequada para minimizar tais problemas - pelo menos esperamos que sejam! Se é absolutamente necessário medir a densidade óptica de uma solução fortemente absorvente e, por algum motivo, não pode diluir a amostra, então sempre se pode utilizar uma cubeta com um caminho óptico curto - esses tipos de cubetas são mostrados no Capítulo 3 - o que reduzirá a densidade óptica a uma faixa gerenciável. Introduction to Flurescence Scattering of the incident light, that is, turbidity, is a problem often encountered with certain biological samples such as membrane or aggregating protein solutions. One often sees "turbidity" measurements in the literature, for example, to follow protein aggregation processes, and these data are usually presented with "optical density" or "absorbance" plotted on the Y-axis. Turbidity is, in fact, closely related to these terms, but the definition of turbidity (Tb) is given by I = I 0 e - l Tb A dispersão da luz incidente, ou seja, turbidez, é um problema frequentemente encontrado com certas amostras biológicas, como membrana ou soluções de proteína agregada. Muitas vezes vemos medições de "turbidez" na literatura, por exemplo, para seguir processos de agregação de proteínas, e esses dados são geralmente apresentados com "densidade óptica" ou "absorvância" plotada no eixo Y. A turbidez está, de fato, intimamente relacionada a esses termos, mas a definição de turbidez (Tb) é dada por I = I 0 e - l Tb

23.5. Algumas referências sobre o uso de LEDs em sistemas de análise:

Possibilidades futuras: Estamos considerando utilizar diferentes técnicas analíticas gerar resultados multivariados que seriam processados por técnicas quimiométricas, tais como o PCA, para fazer a "classificação" de amostras de água antes e depois de um sistema de tratamento e dessa forma monitorar a performance do sistema de tratamento. (purificador) A "distância" entre as amostras na entrada e saída seria o principal indicador de performance. E o padrão de referência seria água destilada. Dentre essas técnicas poderiam ser usados diferentes corantes naturais como: extrato de beterraba, clorofila etc. Ou reagentes químicos como o permanganato de potássio, que é um reagente acessível pois pode ser encontrado em farmácias. O consumo de permanganato de potássio pela matéria orgânica poderia ser uma informação adicional. Mas os extratos vegetais são relativamente instáveis e podem se degradar rapidamente pela contaminação com fungos e/ou bactérias. Poderíamos usar um preservativo como ácido cítrico (ou ácido acético) para preservar a solução estoque. E no momento do uso poderíamos adicionar uma solução de NaOH para tamponar o meio e garantir um pH constante para as reações. O uso de preservativos aumentaria o tempo de estocagem das soluções concentradas de extratos naturais. Para avaliar a performance dos diferentes extratos poderíamos preparar amostras de água concentradas por evaporação.